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Dépuration des mollusques bivalves

Bien que le Règlement sur la salubrité des aliments au Canada (RSAC) soit entré en vigueur le 15 janvier 2019, certaines exigences seront mises en œuvre progressivement au cours des 12 à 30 prochains mois. Pour obtenir de plus amples renseignements, consultez les échéances pour le RSAC.

Sur cette page

Introduction

Ce document fournit des renseignements pour les exploitants agréés qui effectuent une dépuration dans le cadre d'un plan de décontamination en vertu du Règlement sur la gestion de la pêche du poisson contaminé. Plus particulièrement, il décrit les mesures de contrôle préventives associées au processus de dépuration et il vise à guider et à soutenir l'élaboration et la mise en œuvre d'un plan de contrôle préventif (PCP).

Ce document couvre les paramètres de dépuration historiquement acceptés et prouvés ainsi que d'autres exemples de mesures de contrôle. Les renseignements suivants ne représentent pas une liste exhaustive de mesures. Le choix des mesures de contrôle doit être défini selon les besoins propres de l'entreprise et se révéler efficace pour votre situation.

Définitions

Consulter le Manuel du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) pour connaître les définitions.

Validation du processus de dépuration

Tableau 1A Objectifs de produit final pour l'évaluation de la performance globale de l'installation de dépuration (coliformes fécaux/100 grammes)
Espèce de mollusques Moyenne géométrique 10 % supérieurs Note de tableau 1
Mye
(Mya arenaria)
50 130
Palourdes (Mercenaria mercenaria, Protothaca staminea, Venerupis philippinarum, Nuttallia obscurata) 20 70
Moule bleue
(Mytilus edulis)
20 70
Huître (Crassostrea virginica, Crassostrea gigas) 20 70

Note de tableau

Note de tableau 1

10 % supérieurs : Pas plus de 10 % des échantillons utilisés dans l'évaluation ne peuvent dépasser la valeur établie pour les 10 % supérieurs de chaque espèce.

Retour à la référence de la note de tableau 1

Transport

Entreposage avant la dépuration

Entreposage avant la dépuration dans l'environnement marin

Pre-depuration dry storage

Entreposage après la dépuration

Entreposage dans les bassins des mollusques après la dépuration

Entreposage à sec après la dépuration

Eau de dépuration et activités des installations

Toute déviation de ces lignes directrices est possible si les études de validation du processus de dépuration indiquent que le processus de dépuration donne constamment des produits acceptables sur le plan bactériologique.

Eau de dépuration

Équipement de l'installation de dépuration

Séparation des mollusques

Manipulation

Cycle de dépuration à mi dépuration

Surveillance et vérification de la routine après la validation

Tableau 1B Objectifs des produits finaux pour chaque lot (coliformes fécaux/100 g)
Nombre d'échantillons Espèce de mollusques Moyenne géométrique à ne pas dépasser Un échantillon peut dépasser Aucun échantillon ne peut dépasser
1 Mye Aucune valeur Aucune valeur 170
1 Huîtres, palourde, moule Aucune valeur Aucune valeur 100
2 Mye 125 Aucune valeur 170
2 Huîtres, palourde, moule 75 Aucune valeur 100
3 Mye 110 Aucune valeur 170
3 Huîtres, palourde, moule 45 Aucune valeur 100
5 Mye 50 100 170
5 Huîtres, palourde, moule 20 45 100
10 Mye 50 130 170
10 Huîtres, palourde, moule 20 70 100

Écarts

Laboratoires

Évaluation de l'expert indépendant des laboratoires sur place

Pour les établissements qui embauchent un expert indépendant, il faut tenir compte de ce qui suit :

Qualifications des experts indépendants

L'ACIA examine les renseignements fournis et informera l'établissement si l'expert respecte ou les critères ou non.

Évaluation

Essai d'aptitudes

Annexe I

Questionnaire sur le conflit d'intérêts – expert indépendant

Ce questionnaire est destiné à être utilisé par une installation de dépuration agréée.

Un conflit d'intérêts peut être décrit comme toute situation dans laquelle les biens personnels, les intérêts ou les activités affectent d'une quelconque façon, ou peut sembler affecter, l'exercice des fonctions ou le jugement honnête et impartial.

  1. L'expert indépendant exécutant l'évaluation est il un professionnel impartial, capable de réaliser une évaluation juste et honnête? Oui space Non space
  2. L'expert indépendant a t il des avantages possibles ou des intérêts personnels liés au résultat de l'évaluation? Oui space Non space
  3. L'expert indépendant a t il un intérêt dans les dossiers ou les renseignements obtenus pendant l'évaluation, de sorte qu'un conflit d'intérêt réel, perçu ou apparent lié à l'évaluation puisse exister ou survenir? Oui space Non space
  4. L'expert indépendant a t il convenu de divulguer à l'installation toutes les activités personnelles ou professionnelles qui pourraient placer l'agent d'évaluation en position de conflit d'intérêts réel, perçu ou apparent? Oui space Non space

Signé :

Représentant de l'installation
Date

Annexe II

Liste de contrôle de l'évaluation des laboratoires dans les installations de dépuration

Cette liste de vérification est destinée à être utilisée par l'expert indépendant embauché pour évaluer un laboratoire effectuant des analyses visant à surveiller les processus dans les installations de dépuration.

Nom de l'évaluateur indépendant :

Addresse :

No de téléphone :
No de télécopieur :

Courriel :

Laboratoire de l'installation de dépuration :

Addresse :

No de téléphone :
No de télécopieur :

Courriel :

Date de l'évaluation du laboratoire :

Laboratoire représenté par (noms énumérés)

Titre (titres ou fonction de la liste)

Méthodes acceptables – vérifiez toutes celles utilisées dans le laboratoire
9222 B Standard Total Coliform Membrane Filter Procedure, Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20e édition, American Public Health Association.
Technique de fermentation multitube pour eau de mer
(Procédures recommandées pour l'examen de l'eau de mer et des mollusques de l'APHA, Partie III, A)
Technique de fermentation multitube pour eau de mer au moyen de la méthode A-1
(Méthode officielle d'AOAC 978.23, coliformes fécaux dans les eaux de croissance coquillière)
Technique de fermentation multitube pour chairs de mollusques (Procédures recommandées pour l'examen de l'eau de mer et des mollusques de l'APHA, Partie III, B)
Numérotation standard sur plaque pour les chairs de mollusques (Procédures recommandées pour l'examen de l'eau de mer et des mollusques de l'APHA, Partie III, B)
Numérotation sur plaque à température élevée des coliformes pour les chairs de mollusques
MFHPB-19, Dénombrement des coliformes, des coliformes fécaux et de Escherichia coli dans les aliments au moyen de la méthode du NPP (méthode de la Direction générale de la protection de la santé de Santé Canada, Compendium de méthodes de SC, volume 2)

Remplissez la liste de contrôle en indiquant Oui (O), Non (N) ou Sans objet (S.O.) dans la colonne appropriée avec avoir observé chaque exigence énumérée ou les dossiers de l'exigence. Fournissez une description des cas de non-conformité observes avec autant de détails que possible (y compris les numéros d'identification du matériel, le numéro du lot de milieu, l'identification des échantillons, les dates, etc.) Au besoin, utilisez une feuille séparée pour consigner l'information et joignez-la à la liste de contrôle.

1- Plan écrit intégré au plan de contrôle préventif de l'installation, y compris ce qui suit
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
1.1 Organisation du laboratoire
1.2 Exigences et dossiers de formation du personnel
1.3 Procédures et méthodes normalisées d'exploitation
1.4 Procédures internes de contrôle de la qualité pour les vérifications de l'étalonnage, de l'entretien, de la réparation et du rendement de l'équipement
1.5 Sécurité des laboratoires Note de tableau 2
1.6 Éléments compris dans le plan de vérification ou d'évaluation interne de l'installation. Toutes les activités de laboratoire sont couvertes. Dossiers des constatations et des mesures correctives conservés.
1.7 Participation annuelle à un programme d'EA approuvé. Lorsque la participation à un essai d'aptitudes est impossible, le laboratoire surveille la validité de la vérification en quantifiant un document de référence et en comparant le résultat obtenu à la valeur certifiée.

Note de tableau

Note de tableau 2

L'évaluation de la conformité aux exigences ou aux normes de sécurité particulières est en dehors de la portée de cette évaluation.

Retour à la référence de la note de tableau 2

2- Aire de travail
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
2.1 Adéquate pour la charge de travail et l'entreposage.
2.2 Propre et bien éclairée.
2.3 Contrôle adéquat de la température.
2.4 Toutes les surfaces de travail sont non poreuses, faciles à nettoyer et à désinfecter.
2.5 Qualité de l'air < 15 colonies/plaque en 15 minutes
3- Équipement
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
3.1 Le pH-mètre a une précision normalisée de 0,1 unité de pH
3.2 L'électrode de pH est constituée d'une demi-cellule de pH et d'une demi-cellule de référence ou l'équivalent (sans Ag/AgCl ou avec une barrière qui empêche le passage des ions Ag dans le milieu qui pourraient influer sur l'exactitude de la lecture de pH).
3.3 Sonde de compensation automatique de la température (CAT) ou ajustement manuel de la température.
Ajustement
3.4 Le pH-mètre est étalonné quotidiennement ou avant chaque utilisation et les données observées sont conservées.
3.5 Exigences d'étalonnage du pH-mètre – au moins deux solutions tampons, une à un pH de 7 et une près du pH prévu de l'échantillon ou du matériel mesuré (pH 4, pH 10). Solutions tampons entreposées à l'abri de la contamination.
3.6 L'efficacité de l'électrode est déterminée.
3.7 La balance possède une sensibilité d'au moins 0,1 g pour une charge de 150 g
3.8 La balance est étalonnée mensuellement avec des poids NIST de classe S ou ASTM de classe 1 ou 2.
3.9 La température du réfrigérateur est vérifiée au moins une fois par jour et consignée.
3.10 La température du réfrigérateur est maintenue entre 2 °C et 4 °C.
3.11 La température de l'incubateur est de 35 °C +/- 0,5 °C.
3.12 Les thermomètres sont gradués tout au plus au 0,5 °C.
3.13 Un nombre suffisant de thermomètres sont répartis à divers endroits dans les incubateurs.
3.14 La température du bain-marie est de 44,5 °C +/- 0,2 °C.
3.15 Les thermomètres dans les bains-marie sont gradués au 0,1 °C.
3.16 Le bain-marie possède une capacité adéquate.
3.17 Le niveau d'eau du bain-marie se situe au-dessus du niveau de liquide dans les tubes incubés.
3.18 Les températures de l'incubateur à air et du bain-marie sont lues quotidiennement et consignées.
3.19 Les thermomètres utilisés portent les renseignements suivants : identification, date d'étalonnage et température d'étalonnage, facteur de correction.
3.20 Tous les thermomètres utilisés sont immergés de façon appropriée.
3.21 Un thermomètre (étalon) a été étalonné par le NIST ou par une méthode de précision équivalente à 0 °C, 35 °C et 44,5 °C (45,5 °C pour la numération des coliformes à température élevée). Les données d'étalonnage sont conservées.
3.22 La précision du thermomètre étalon est vérifiée annuellement par mesure du point de congélation de l'eau. Les résultats sont consignés et conservés.
3.23 Les données sont consignées et conservées. Les thermomètres de l'incubateur et du bain-marie sont vérifiés chaque année à l'aide du thermomètre étalon, à leur température d'emploi.
4- Nettoyage du matériel de laboratoire et de la verrerie
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
4.1 Les ustensiles et les contenants sont en verre borosilicaté, en acier inoxydable ou en tout autre matériau à l'épreuve de la corrosion.
4.2 Les tubes de culture sont de taille suffisante pour recevoir les ingrédients nutritifs et les échantillons.
4.3 Les contenants pour les échantillons sont en verre ou en un autre matériau inerte (p. ex., polypropylène).
4.4 Les bouteilles et les tubes de dilution sont en verre borosilicaté ou en plastique et elles sont fermées à l'aide de bouchons en caoutchouc ou de capsules vissées ou non.
4.5 Les graduations sont marquées de façon indélébile sur les bouteilles et les tubes de dilution; une autre méthode peut être employée à condition qu'elle permette d'obtenir les volumes voulus.
4.6 Les pipettes servant à l'inoculation de l'échantillon donnent des volumes précis de liquide; elles sont correctement graduées et leur embout est intact. Les pipettes servant à transférer 1 ml ne contiennent pas plus de 10 ml. Les pipettes servant à transférer 1 ml ne contiennent pas plus de 10 ml.
4.7 Les contenants réutilisables pour échantillon peuvent être lavés et stérilisés de façon satisfaisante.
4.8 Pour le lavage des pipettes réutilisables, au moins trois rinçages successifs à l'eau courante plus un rinçage final à l'eau distillée ou désionisée, servent à entraîner tout le détergent.
4.9 Au cours du lavage des contenants réutilisables pour échantillons, de la verrerie et des ustensiles en plastique, l'efficacité de la méthode de rinçage est déterminée chaque année ou lorsqu'il faut changer de détergent (marque ou lot), selon la méthode (« Inhibitory Residue Test ») décrite dans les Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. Les données sont conservées.
4.10 Une fois chaque jour de lavage, plusieurs pièces de verrerie d'un lot sont examinées à l'aide d'une solution aqueuse à 0,04 % de bleu de bromothymol pour vérifier la présence d'acide ou d'alcali résiduels.
5- Stérilisation et décontamination
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
5.1 Le ou les autoclaves sont de taille suffisante pour la charge de travail.
5.2 Les autoclaves sont entretenus régulièrement; les données sont conservées.
5.3 Les autoclaves et les générateurs de vapeur sont entretenus annuellement ou selon les besoins; les données sont conservées.
5.4 Les autoclaves fournissent une température de stérilisation déterminée hebdomadairement à l'aide d'un thermomètre étalonné enregistrant les maximums ou l'équivalent.
5.5 Un thermomètre pour autoclave a été étalonné par la méthode NIST ou son équivalent, à 121 °C.
5.6 La précision du thermomètre étalon de l'autoclave est vérifiée annuellement à 121 °C.
5.7 Des suspensions de spores sont employées mensuellement et les résultats sont consignés.
5.8 Du ruban thermosensible est utilisé avec chaque lot d'autoclave.
5.9 Les données de stérilisation en autoclave, y compris la durée de la stérilisation, le temps et la pression, sont conservées.
5.10 Dans le cas des substances stérilisées par la chaleur sèche, le four de stérilisation à air chaud produit des températures de chauffage et de stérilisation de l'ordre de 160 à 180 °C.
5.11 Un thermomètre permettant de déterminer la température de façon précise sert à surveiller le fonctionnement du four de stérilisation à air chaud.
5.12 Les données de température et de temps d'exposition sont consignées pour le four de stérilisation à air chaud.
5.13 Des bandes de spores sont utilisées trimestriellement pour évaluer l'efficacité du procédé de stérilisation dans le four à air chaud.
5.14 Les contenants réutilisables pour échantillons sont stérilisés pendant 60 min à 170 °C dans un four de stérilisation à air chaud ou mis dans un autoclave pendant 15 min à 121 °C.
5.15 La stérilité des contenants réutilisables pour échantillons est déterminée à chaque traitement ou lot.
5.16 Les pipettes réutilisables sont stérilisées et entreposées dans des contenants en aluminium ou en acier inoxydable; une méthode équivalente peut être acceptée.
5.17 Les pipettes réutilisables (dans les contenants) sont stérilisées à 170 °C pendant deux heures dans un four à air chaud.
5.18 La stérilité des pipettes réutilisables est vérifiée à chaque traitement/lot. Les résultats sont consignés.
5.19 Les bâtonnets de repiquage en bois sont correctement stérilisés.
5.20 Les bouillons de culture et les boîtes de gélose usées sont décontaminés par autoclavage pendant au moins 30 min avant leur élimination selon les voies conventionnelles.
6- Préparation des milieux
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
6.1 Les milieux utilisés sont disponibles commercialement, à l'exception du milieu A-1 et de la gélose MacConkey modifiée.
6.2 Les milieux déshydratés et les constituants de ces milieux sont conservés de façon appropriée dans des endroits frais, propres et secs.
6.3 Les milieux déshydratés portent des étiquettes avec la date de réception et la date d'ouverture du contenant.
6.4 L'eau utilisée est distillée ou désionisée et a une résistance supérieure à 0,5 mégohm ou une conductivité inférieure à 2 micro-siemens (µs)/cm à 25 °C, valeurs à vérifier et à consigner mensuellement.
6.5 L'eau utilisée est analysée mensuellement pour déceler le chlore résiduel, celui-ci étant présent à un niveau non décelable (0,1 mg/L ). Les données sont conservées.
6.6 L'eau utilisée est exempte de traces de métaux dissous comme en fait foi la détermination annuelle.
6.7 L'eau utilisée renferme moins de 1 000 UFC/ml, valeur obtenue mensuellement.
6.8 Les milieux sont stérilisés selon les instructions du fabricant.
6.9 Le volume et la concentration des milieux dans les tubes sont adéquats pour la quantité d'échantillons inoculés.
6.10 Le temps total d'exposition des bouillons renfermant des sucres aux températures de l'autoclave ne dépasse pas 45 min.
6.11 Des témoins de stérilité du milieu ainsi que des témoins positifs et négatifs sont analysés avec chaque lot de milieu préparé commercialement ou avec chaque milieu préparé avec ses composantes. Les résultats sont consignés.
6.12 Pour diluer l'échantillon, il faut utiliser de l'eau stérile tamponnée au phosphate ou de l'eau peptonée à 0,5 %.
6.13 Le pH est déterminé après la stérilisation.
6.14 Les milieux conservés portent une étiquette avec la date d'expiration ou la date de stérilisation.
6.15 Tous les milieux de culture préparés sont entreposés conformément aux recommandations du fabricant.
6.16 Tous les milieux de culture sont utilisés avant d'atteindre la date d'expiration recommandée par le fabricant.
6.17 Les tubes de culture renfermant un précipité quel qu'il soit, ou les tubes Durham contenant des bulles d'air, sont jetés.
7- Cultures témoins
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(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
7.1 Tous les organismes témoins requis sont disponibles et adéquatement entreposés et documentés.
7.2 Les organismes sont obtenus d'une source appropriée, telle que l'ATCC ou une source en mesure de fournir une caractérisation documentée.
Indiquer la source :
7.3 Les procédures d'entreposage de conservation des cultures témoins sont techniquement valides afin que des témoins adéquats soient toujours disponibles.
7.4 Toutes les cultures utilisées sont étiquetées avec le nom et la date de la sous-culture.
8- Prélèvement et transport des échantillons
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
8.1 Les contenants sont de taille convenable pour recevoir au moins 100 ml et laissent assez d'espace pour permettre l'agitation. Les échantillons d'eau de mer sont recueillis dans des contenants propres, stérilisés, étanches à l'eau et étiquetés de façon appropriée.
8.2 L'échantillon porte les renseignements suivants : nom de l'échantillonneur, lieu de récolte, date et heure du prélèvement, au besoin.
8.3 Après le prélèvement, les échantillons d'eau de mer doivent être immédiatement placés dans une glacière dont la température est maintenue entre 0 et 10 °C.
8.4 Un témoin température sert à déterminer la température des échantillons à leur réception au laboratoire. Les résultats sont consignés.
8.5 L'examen de l'échantillon est amorcé le plus tôt possible après le prélèvement, préférablement en moins de huit heures. Cependant, les échantillons d'eau de mer ne sont pas analysés s'ils sont gardés pendant plus de 30 heures, même à l'état réfrigéré.
9- 9222 B Procédure normalisé de la filtration à membrane des coliforme totale
(Méthodes normalisées pour l'examen des eaux et des eaux usées, 20e édition, Association américaine de santé publique.)
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
9.1 [Une gélose Endo LES ou M Endo est utilisée.] Les directives du fabricant pour la réhydratation sont respectées.
9.2 Un échantillon de 100 ml est analysé.
9.3 Les unités de filtration stériles au début de chaque série de filtration sont utilisées. Les unités de filtration sont stérilisées conformément aux directives du fabricant.
9.4 Des pinces stériles sont utilisées pour placer une membrane filtrante stérile sur le récipient.
9.5 L'échantillon est filtré sous une succion partielle. La surface intérieure de l'entonnoir est rincée à l'aide d'eau stérile diluée avant le traitement des échantillons.
9.6 Pour la gélose, la membrane filtrante est placée directement sur la gélose, la boîte est mise à l'envers et incubée pendant 22 à 24 heures à 35 +/- 0,5 °C.
9.7 Pour le milieu liquide, un coussinet est placé dans le contenant et saturé par au moins deux ml de M-Endo, puis il est décanté. Le filtre est placé sur le coussinet, la boîte est mise à l'envers et incubée pendant 22 à 24 heures à 35 +/- 0,5 °C.
9.8 Des cultures témoins positives et négatives accompagnent les échantillons tout au long de l'analyse. Les données sont conservées.
Témoin positif :
Témoin négatif :
9.9 Pour le décompte, un microscope binoculaire de dissection à grand champ à faible puissance ou tout autre appareil optique est utilisé pour fournir une visualisation de la brillance.
9.10 Vérification des coliformes : Une vérification mensuelle d'au moins 10 [colonies lustrées] et un nombre représentatif de colonies atypiques à l'aide d'une analyse de la fermentation du lactose ou d'autres analyses de vérification des coliformes (à l'aide des analyses des réactions pour la cytochrome oxydase et la B-galactosidase) sont effectuées.
9.11 Les résultats sont signalés comme étant les coliformes totaux par 100 ml. Lorsqu'aucune colonie de coliformes n'est observée, il faut les présenter comme étant < 1 coliforme/100 ml. Pour les décomptes vérifiés, le décompte initial est ajusté en fonction du pourcentage de vérification positif. Les résultats sont présentés comme étant le décompte de coliformes vérififié/100 ml.
10- Technique de fermentation multitube pour eau de mer, épreuve présomptive
(Procédures recommandées pour l'examen de l'eau de mer et des mollusques de l'APHA, Partie III, A)
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
10.1 Il faut utiliser comme milieu présomptif un bouillon de lactose ou un bouillon de lauryl tryptose. (Encercler le milieu approprié)
10.2 L'échantillon et les dilutions de l'échantillon sont agités énergiquement (25 fois selon un arc de 30 cm en 7 secondes) avant l'inoculation.
10.3 Dans une série de dilutions multiples, cinq tubes sont utilisés par dilution.
10.4 Pour la dépuration, une seule série de dilutions utilisant de 5 à 12 tubes est acceptable.
10.5 Dans chaque série de dilutions simples, les volumes examinés sont suffisants pour répondre aux exigences de surveillance régulière.
Volume d'échantillon inoculé :
Écart du NPP :
Concentration des milieux utilisés :
10.6 Les tubes inoculés sont placés dans une étuve à 35 °C ± 0,5 °C pendant une période allant jusqu'à 48 ± 3 heures.
10.7 Des cultures témoins positives et négatives accompagnent les échantillons tout au long de l'analyse. Les données sont conservées.
Témoin positif :
Témoin négatif :
10.8 Les milieux inoculés sont observés après 24 ± 2 heures et 48 ± 3 heures d'incubation et repiqués aux deux intervalles s'ils produisent des gaz.
11- Technique de fermentation multitube pour eau de mer, essai de confirmation
(Procédures recommandées pour l'examen de l'eau de mer et des mollusques de l'APHA, Partie III, A)
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
11.1 Le bouillon bilié au vert brillant (BGB) 2 % est utilisé comme milieu de confirmation pour les coliformes totaux.
11.2 Le milieu EC sert de milieu de confirmation pour les coliformes fécaux.
11.3 Les repiquages sur les milieux BGB/EC sont effectués à l'aide soit d'une anse, soit d'un bâtonnet en bois stérilisé, à partir de milieux présumés positifs, incubés pendant 24 et 48 heures. (Encercler la méthode de repiquage)
11.4 Lorsqu'il faut effectuer l'inoculation à la fois du bouillon EC et du bouillon BGB à l'aide de la même anse ou du même bâtonnet de repiquage, l'ordre d'inoculation est EC suivi de BGB.
11.5 Les tubes BGB sont incubés à 35 ± 0,5 °C.
11.6 Les tubes BGB sont observés après 48 ± 3 heures d'incubation.
11.7 Les tubes EC sont incubés dans un bain-marie circulateur à 44,5 ± 0,2 °C pendant 24 ± 2 heures.
11.8 La présence de toute quantité de gaz ou d'effervescence dans le tube de culture constitue un résultat positif.
11- Traitement des résultats
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
11.9 Les résultats d'analyses à dilutions multiples sont obtenus à l'aide des tableaux des « Recommended Procedures », 4e édition.
11.10 Les résultats provenant des séries de dilutions simples sont calculés à l'aide de l'équation de Hoskins ou interpolés à partir de la figure 1 du rapport de la Santé publique 1621 intitulé « Most Probable Numbers for Evaluation of Coli aerogenes Tests by Fermentation tube Method ».
11.11 Les résultats sont donnés en NPP/100 ml d'échantillon.
12- Technique de fermentation multitube pour eau de mer au moyen de la méthode A-1
(Méthode officielle d'AOAC 978.23, coliformes fécaux dans les eaux de croissance coquillière)
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
12.1

Le milieu A-1 est préparé selon la recette suivante (un milieu préfabriqué est inacceptable) :

  • Lactose – 5,0 g
  • Tryptone – 20,0 g
  • NaCl – 5,0 g
  • Salicine – 0,5 g
  • Triton X-100 – 1,0 ml
  • Eau distillée/désionisée – 1,0 L

Suspendre les ingrédients ci-dessus dans 1,0 L d'eau distillée ou désionisée. Bien mélanger puis ajouter 1 ml de Triton X-100 et continuer de mélanger jusqu'à ce qu'il soit complètement dissous. Un milieu doublement concentré est préparé en utilisant les quantités ci-dessus dissoutes dans 500 ml d'eau. Verser des aliquotes de 10 ml dans des tubes à essai contenant un tube Durham inversé. Stériliser à 121 °C pendant 10 minutes. Le pH du milieu devrait être de 6,9 après la stérilisation.

12.2 Le milieu A-1 préparé est entreposé à l'obscurité à la température de la pièce et utilisé en 7 jours.
12.3 L'échantillon et les dilutions de l'échantillon sont agités énergiquement (25 fois selon un arc de 30 cm en 7 secondes) avant l'inoculation.
12.4 Dans une série de dilutions multiples, cinq tubes sont utilisés par dilution.
12.5 Pour la dépuration, une seule série de dilutions utilisant de 5 à 12 tubes est acceptable.
12.6 Dans chaque série de dilutions simples, les volumes examinés sont suffisants pour répondre aux exigences de surveillance régulière.
Volume d'échantillon inoculé :
Écart du NPP :
Concentration des milieux utilisés :
12.7 Des cultures témoins positives et négatives accompagnent les échantillons tout au long de l'analyse. Les données sont conservées.
Témoin positif :
Témoin négatif :
12.8 Les milieux inoculés sont placés dans une étuve à air à 35 ± 0,5 °C pendant 3 ± 0,5 heures de réactivation.
12.9 Après 3 ± 0,5 heures de réactivation à 35 °C, les milieux inoculés sont incubés à 44,5 ± 0,2 °C dans un bain-marie circulateur pendant le reste des 24 ± 2 heures.
12.10 La présence de tout volume de croissance, de gaz ou d'effervescence dans le tube de culture constitue un résultat positif.
12- Traitement des résultats
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
12.10 Les résultats d'analyses à dilutions multiples sont obtenus à l'aide des tableaux des « Recommended Procedures », 4e édition.
12.11 Les résultats provenant des séries de dilutions simples sont calculés à l'aide de l'équation de Hoskins ou interpolés à partir de la figure 1 du rapport de la Santé publique 1621 intitulé « Most Probable Numbers for Evaluation of Coli aerogenes Tests by Fermentation tube Method ».
12.13 Les résultats sont donnés en NPP/100 ml d'échantillon.

Échantillon de mollusques

13- Prélèvement et transport des échantillons
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
13.1 On prélève un échantillon représentatif des mollusques en écaille. (Minimum de 10 à 12 animaux vivants)
13.2 Les mollusques sont ramassés dans des contenants propres, étanches à l'eau et résistants aux perforations.
13.3 Les mollusques portent une étiquette avec les renseignements suivants : nom de l'échantillonneur, espèce de mollusques, source, zone de cueillette, heure, date et lieu (si échantillon commercial) de collecte.
13.4 Les échantillons de mollusques sont conservés au sec entre 0 et 10 °C jusqu'à l'analyse.
13.5 L'examen de l'échantillon est amorcé le plus tôt possible après le prélèvement. Cependant, les échantillons de mollusques ne sont pas examinés si l'intervalle de temps entre le prélèvement et l'examen dépasse 24 heures.
14- Préparation des mollusques en écailles pour l'analyse
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
14.1 Couteaux de décorticage, brosses et bocaux de mélangeurs sont stérilisés (autoclavage) pendant 15 min avant usage.
14.2 La lame des couteaux de décorticage n'est pas rouillée.
14.3 L'analyste se lave soigneusement les mains avec de l'eau et du savon avant le récurage et le rinçage des débris de mollusques.
14.4 Le robinet de l'eau potable utilisée pour rincer les mollusques ne comporte pas d'aérateur.
14.5 Les mollusques sont nettoyés à l'aide d'une brosse à poils durs stérilisée et rincés avec de l'eau potable.
14.6 Avant d'ouvrir les mollusques, les mains ou les gants sont rincés avec de l'alcool à 70 %.
14.7 Les mollusques ne sont pas écaillés directement par le joint.
14.8 Le contenu des mollusques (liqueur et chair) est conservé dans un bocal de mélangeur, stérilisé et taré ou dans un autre contenant stérilisé.
14.9 Au moins 100 g de chair de mollusque sont utilisés pour l'analyse. (En se basant sur le nombre minimal de 10 à 12 animaux vivants.)
14.10 L'échantillon est pesé à 1 g près et il faut ajouter une quantité équivalente en poids de diluant (conditionné pour la numérotation sur plaque à température élevée des coliformes (ETCP)) (pour produire une dilution 1 dans 2).
14.11 Pour diluer, on utilise de l'eau stérile tamponnée au phosphate ou de l'eau peptonée à 0,5 %.
14.12 Une solution saline stérilisée, tamponnée au phosphate, est employée comme diluant de l'échantillon dans la méthode ETCP.
14.13 Les échantillons sont mélangés à haute vitesse pendant 60 à 120 secondes.
14.14 Si les mollusques ne sont pas en écailles, on suit les « Procédures recommandées » APHA pour les chairs de mollusques fraîchement écaillées et les chairs congelées.
15- Technique de fermentation multitube pour chairs de mollusques, épreuve présomptive
(Procédures recommandées pour l'examen de l'eau de mer et des mollusques de l'APHA, Partie III, B)
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
15.1 Un bouillon de lactose ou de lauryl tryptose, de concentration appropriée, est utilisé comme milieu présomptif pour l'analyse. (Encercler l'option choisie)
15.2 Immédiatement (moins de 2 min) après le mélange, l'échantillon broyé est dilué et inoculé dans des tubes de milieux présomptifs.
15.3 Utilise un NPP à 5 tubes.
15.4 À partir de la dilution initiale 1:2 de l'échantillon, une dilution 1 dans 10 est préparée (20 g de la dilution 1 dans 2 ajoutés à 80 g de diluant). À partir d'une dilution 1 dans 10, une dilution 1 dans 100 est préparée (10 g d'une dilution 1 dans 10 ajoutés à 90 g de diluant). Il faut inoculer une série de dilution de 5 tubes en utilisant 10 ml et 1 ml de la dilution 1 dans 10 et 1 ml de la dilution 1 dans 100.
15.5 Dans chaque série de dilutions simples, les volumes examinés sont suffisants pour répondre aux exigences de surveillance régulière.
Volume d'échantillon inoculé :
Écart du NPP :
Concentration des milieux utilisés :
15.6 Des cultures témoins positives et négatives accompagnent les échantillons tout au long de l'analyse. Les données sont conservées.
Témoin positif :
Témoin négatif :
15.7 Les milieux inoculés sont incubés à 35 ± 0,5 °C.
15.8 Les tubes présomptifs sont vérifiés après 24 ± 2 heures d'incubation et repiqués s'ils sont positifs.
16a- Technique de fermentation multitube pour chairs de mollusques, essai de confirmation
(Procédures recommandées pour l'examen de l'eau de mer et des mollusques de l'APHA, Partie III, B)
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
16.1 Le milieu EC est utilisé comme milieu de confirmation.
16.2 Les transferts sur le milieu EC sont effectués à l'aide soit d'une anse, soit d'un bâtonnet en bois stérilisé. (Encercler la méthode de repiquage)
16.3 Les tubes EC sont incubés dans un bain-marie circulateur à 44,5 ± 0,2 °C pendant 24 ± 2 heures.
16.4 Les tubes EC sont vérifiés pour la production gazeuse après une incubation de 24 ± 2 heures.
16.5 La présence de toute quantité de gaz ou d'effervescence dans le tube Durham constitue un résultat positif.
16b- Traitement des résultats
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
16.6 Les résultats d'analyses à dilutions multiples sont obtenus dans les tableaux des « Recommended Procedures », 4e édition, et multipliés par le facteur de dilution approprié.
16.7 Les résultats provenant des séries de dilutions simples sont calculés à l'aide de l'équation de Hoskins ou interpolés à partir de la figure 1 du rapport de la Santé publique 1621 intitulé « La méthode du nombre le plus probable pour l'évaluation des essais de Coli aérogènes par la méthode du tube de fermentation ».
16.8 Les résultats sont présentés en NPP/100 g pour les échantillons.
17a- Numérotation standard sur plaque pour les chairs de mollusques
(Procédures recommandées pour l'examen de l'eau de mer et des mollusques de l'APHA, Partie III, B)
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
17.1 Dans la méthode de numération standard sur plaque, au moins quatre plaques, soit deux fois deux dilutions, sont utilisées pour obtenir de 30 à 300 colonies par boîte.
17.2 Il faut employer de 15 à 20 ml de gélose stérilisée et tempérée pour la numération.
17.3 Un bain maintient la gélose à une température de 44 à 46 °C.
17.4 Il faut repiquer une quantité d'échantillons ou d'échantillons dilués 1 ml et 0,1 ml .
17.5 L'échantillon ou les dilutions d'échantillon à repiquer sont agités énergiquement (25 fois selon un arc de 30 cm en 7 secondes) avant le repiquage.
17.6 Des boîtes témoins servent à vérifier la stérilisation de l'air, de la gélose et du diluant.
17.7 Les boîtes solidifiées sont incubées à l'envers à 35 ± 0,5 °C pendant 48 ± 3 heures et elles ne sont pas empilées plus de quatre de haut.
17.8 Un compteur de colonies « Québec », ou l'équivalent, sert à obtenir l'agrandissement et la visibilité voulus pour la numération des colonies.
17.9 Un compteur manuel ou l'équivalent permet d'obtenir un comptage précis.
17b- Traitement des résultats
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
17.10 Les numérations des colonies sont effectuées à l'aide de la Partie III, A, Sections 4.31 à 4.33 des « Recommended Procedures », 4e édition.
17.11 Les numérations des colonies sont présentées en NCA/g d'échantillon.
18a- Numérotation sur plaque à température élevée des coliformes pour les chairs de mollusques
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
18.1 L'homogénat d'échantillon est mis en culture moins de 2 minutes après le mélange.
18.2 La gélose MacConkey modifiée doublement concentrée est préparée selon la recette suivante : Peptone – 34,0 g
Polypeptone – 6,0 g
Lactose – 20,0 g
Sels biliaires no 3 – 1,5 g
Gélose – 27,0 g
Rouge neutre – 0,06 g
Violet de gentiane – 0,02 g
Eau distillée/désionisée – 1,0 L
Suspendre les ingrédients ci-dessus dans 1,0 L d'eau distillée ou désionisée. Bien mélanger. Chauffer en agitant fréquemment jusqu'à ébullition. Retirer du feu et faire bouillir de nouveau (ne pas stériliser à l'autoclave). Conditionner dans un bain-marie entre 45 et 50 °C jusqu'à six heures.
18.3 La gélose MacConkey, modifiée, hydratée, doublement concentrée, est chauffée à ébullition, retirée de la chaleur, puis amenée de nouveau à ébullition. Cette gélose n'est jamais autoclavée.
18.4 La gélose MacConkey, modifiée, doublement concentrée et amenée deux fois à ébullition, ainsi que la solution saline stérilisée, tamponnée au phosphate, est conditionnée dans un bain entre 45 et 50 °C jusqu'à leur utilisation. La gélose MacConkey modifiée préparée est utilisée le jour même de sa préparation.
18.5 Un équivalent de 6 g de l'homogénat est déposé dans un contenant stérilisé, le volume étant complété à 60 ml avec la solution saline stérilisée, tamponnée au phosphate et conditionnée.
18.6 Il faut ajouter 60 ml de gélose MacConkey modifiée conditionnée.
18.7 Il faut agiter légèrement le contenant ou lui imprimer un mouvement de rotation pour mélanger le contenu, lequel est ensuite distribué uniformément sur 6 à 8 boîtes de Pétri.
18.8 La stérilité des milieux et du diluant est évaluée au moment de chaque utilisation. Les résultats sont consignés et conservés.
18.9 Pour déterminer la productivité des milieux, des cultures témoins positives et négatives sont coulé es sur des boîtes de Pétri en concentrations appropriées et accompagnent les échantillons tout au long de l'analyse.
Témoin positif :
Témoin négatif :
18.10 Les boîtes sont incubées à l'envers dans les 3 heures suivant la mise en culture, dans de l'air à 45,5 ± 0,5 °C pendant 18 à 30 heures. Les boîtes ne sont pas empilées plus de quatre de haut.
18b- Expression des résultats
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
18.11 Un compteur de colonies « Québec » ou l'équivalent sert à obtenir l'agrandissement et la visibilité voulus.
18.12 Un compteur manuel ou l'équivalent facilite le comptage.
18.13 Toutes les colonies rouges briques mesurant plus de 0,5 mm de diamètre sont dénombrées sur toutes les boîtes; le total obtenu est multiplié par un facteur de 16,7 pour aboutir à un résultat en UFC/100 g d'échantillon.
19a- MFHPB-19, Dénombrement des coliformes, des coliformes fécaux et de Escherichia coli dans les aliments au moyen de la méthode du NPP
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
19.1 Pour tous les mollusques, de l'eau peptonée à 0,5 % est utilisée pour toutes les dilutions.
19.2 Un bouillon de lauryl tryptose, de concentration appropriée, est utilisé comme milieu présomptif pour l'analyse.
19.3 Pour les mollusques, immédiatement (moins de deux minutes) après le mélange, l'échantillon broyé est dilué et inoculé dans des tubes.
19.4 Il faut utiliser un NPP à cinq tubes.
19.5 À partir de la dilution initiale 1:2 de l'échantillon, une dilution 1 dans 10 est préparée (20 g de la dilution 1 dans 2 ajoutés à 80 g de diluant). À partir d'une dilution 1 dans 10, une dilution 1 dans 100 est préparée (10 g d'une dilution 1 dans 10 ajoutés à 90 g de diluant). Il faut inoculer une série de dilution de cinq tubes en utilisant 10 ml et 1 ml de la dilution 1 dans 10 et 1 ml de la dilution 1 dans 100.
19.6 Dans chaque série de dilutions simples, les volumes examinés sont suffisants pour répondre aux exigences de surveillance régulière.
Volume d'échantillon inoculé :
Écart du NPP :
Concentration des milieux utilisés :
19.7 Les milieux inoculés sont incubés à 35 ± 0,5 °C.
19.8 Les tubes présomptifs sont vérifiés après 24 ± 2 heures d'incubation et repiqués s'ils sont positifs.
19b- Étapes de confirmation pour les coliformes
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
19.9 Une anse de chaque tube de bouillon Bouillon tryptosé au lauryl-sulfate (LST) positif est transférée dans un tube de bouillon Bouillon lactosé au vert brillant et aux sels biliaures (BGLB).
19.10 Les tubes de bouillon BGLB sont incubés à 35 °C pendant 24 +/- 2 heures, vérifiés afin de déterminer s'il y a eu une production de gaz et incubés de nouveau pendant encore 24 +/- 2 heures.
19.11 Une production de gaz pendant une incubation de 48 +/- 4 heures constitue un essai de confirmation positif.
19.12 Le NPP des coliformes confirmés par 100 g de mollusques est calculé en suivant les directives se trouvant à l'annexe D du Compendium de méthodes de Santé Canada.
19c- Étapes de confirmation pour les coliformes fécaux
Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) Conforme
(O, N ou S.O.)
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires
19.13 Une anse de chaque tube de bouillon LST positif est transférée au bouillon EC.
19.14 Les tubes EC sont incubés dans un bain-marie à 44,5 °C pendant 24 +/- 2 heures.
19.15 Le NPP des coliformes fécaux confirmés par 100 g de mollusque est calculé en suivant les instructions de l'annexe D du Compendium de méthodes de Santé Canada.

Références :

  1. American Public Health Association (APHA). 1970. Recommended Procedures for the Examination of Sea Water and Shellfish, 4e édition. APHA, Washington, D.C.
  2. American Public Health Association. 1984. Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods, 2e édition. APHA, Washington, D.C.
  3. « Interim Guides for the Depuration of the Northern Quahog, Mercenaria mercenaria. » 1968. Northeast Marine Health Sciences Laboratory, North Kingstown, RI.
  4. Association of Official Analytical Chemists (AOAC). 2000. Official Methods of Analyses of the Association of Official Analytical Chemists. 17e édition, chapitre 17.305, page 22. AOAC, Arlington, VA.
  5. U.S. Public Health Service (PHS). 1947. Public Health Report, réimpression no 1621. PHS, Washington, D.C.
  6. American Public Health Association (APHA). 1992. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 18e édition. APHA/AWWA/Water Environment Federation (WEF), Washington, D.C.
  7. Direction générale de la protection de la santé de Santé Canada, MFHPB-19, Dénombrement des coliformes, des coliformes fécaux et de Escherichia coli dans les aliments au moyen de la méthode du NPP, Compendium de méthodes, volume 2.

Annexe III

Modèle de rapport sommaire pour l'évaluation des laboratoires sur place

Ce modèle de rapport doit être utilisé par l'expert indépendant.

Nom et emplacement du laboratoire :
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Date d'évaluation :
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Nom de l'évaluateur :
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Brève description de la visite – pas plus d'un ou de deux paragraphes

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Liste des cas de non-conformité avec le résultat ou la résolution, la date de l'acceptation et les bases pour l'acceptation (présenter la preuve ou les renseignements fournis).

Cliquez ici pour saisir le texte.

Énoncé final ou attestation :

J'ai évalué ce laboratoire d'après les exigences de la liste de contrôle de l'annexe L : Lignes directrices pour les laboratoires sur place aux établissements de mollusques bivalves agréés. Tous les éléments non conformes qui ont été déterminés et énumérés dans le présent sommaire ont été corrigés.

Signature et date

Date de modification :